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常用的实验动物给药与采血方法
作者:蛋白药动…    文章来源:www.yaodongxue.cn    点击数:    更新时间:2011-9-9          ★★★【字体:

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常用的实验动物给药与采血方法

 

 

目的与要求】
               

通过实习操作,掌握:眼眶后静脉丛采血。摘眼球采血。耳中央动脉采血。颈静脉采血。心脏采血。股动脉采血等基本方法。
               

几种采血方法在一个动物身上进行时应先采出血量较少的部位的血,后采静脉血,最后采动脉或心脏血。采血量较多的方法也不要一次采很多血,采到够用的即可。多次静脉采血应自远心脏开始。

【材料】
                   

1.动物:小鼠、大鼠、兔、狗
               

2.注射器:5号、6号静脉滴注针
               

3.长7㎝左右的红细胞计数用的玻璃毛细管或塑料管(直径约为4㎜),塑料管一端应先在酒精灯上拉成内径为1㎜左右,长1㎝的细端,折(剪)断细端,使其锋利即成取血管。手术刀、剪毛剪、弯头镊子、盛血容器(小烧杯)或指管。
               

4.酒精棉球

【操作】
               

一、小鼠、大鼠的采血
                   

1.眼眶后静脉丛采血:左手拇指及食指抓住鼠两耳之间的皮肤使鼠固定,并轻轻压迫颈部两侧,阻碍静脉回流,使眼球充分外突。右手持玻璃采血管,将其尖端插入内眼角与眼球之间,轻轻向眼底方向刺入,小鼠刺入约2-3㎜,大鼠刺入4-5㎜,应感到有阻力时即停止刺入,放置取血管以切开静脉丛,血流即流入取血管。采血结束后,拔出取血管,放松左手,出血即停止。本方法在短期内可重复采血。小鼠一次可采血0.2-0.3ml,大鼠一次可采血0.5-1.0ml。为防止血液在取血管中凝固,可将取血管浸入1%肝素溶液,干燥后使用。
               

2.摘眼球采血:此法常用于鼠类大量采血。采血时,用左手固定动物,压迫眼球,尽量使眼球突出,右手用弯头镊子迅速摘除眼球,眼眶内很快流出血液。
               

二、兔的采血
                   

1.耳中央动脉采血:左手固定兔,并用酒精棉球消毒采血部位,右手持注射器,在兔耳中央较粗,颜色较鲜红的中央动脉的未端,沿着与动脉平行的向心方向刺入血管,即可见血液流入针管,注意固定好针头。采血结束后,拔出注射器,用棉球压迫止血2-3分钟。
               

2.颈静脉采血:将兔麻醉后,仰卧在固定台上固定,剪去一侧颈部被毛,用碘酒、酒精棉球消毒皮肤,手术刀轻轻划破皮肤,钝性分离静脉,颈静脉暴露后,用注射器针头沿血管平行的远心方向刺入,采血结束后,拔出注射器,缝合切口。
               

三、狗的采血
                   

1.前、后肢皮下静脉采血。此方法一次可取较多的血,操作可参照相应的静脉注射。如上需采少量血,则可用5
                   
号针头直接刺入静脉。如需采一定量的血,最好用静脉滴注针头与注射器连接,以防狗挣扎时针头刺破血管。
               

2.股动脉采血,将狗仰卧后固定,伸展后肢向外拉直,暴露腹股沟,在腹股沟三角区动脉博动的部位剪去被毛,用碘酒、酒精消毒。左手中指、食指探摸股动脉博动部位并固定好血管,左手取静脉滴注针,针头由动脉博动处慢慢刺入,当血液流入针头后的塑料管时,固定好针头,连接好注射器可抽到大量血液。
               

3.心脏采血。将狗仰卧固定,前肢向背侧方向固定,暴露胸部,剪去左侧第3-5肋间的被毛,用碘酒、酒精消毒皮肤。左手触摸心脏部位,选择心跳最明显处穿刺。一般在胞骨左缘外1㎝第四肋间处。用连有6
                   
号针头的注射器,从心跳最明显处垂直刺入心脏。当针头正确刺入心脏时,血液即进入注射器,便可抽取大量血液。如采不到血,可调整刺入方向和深度,调整方向时,要将针头上提后再刺入,不能让针头在胸腔内乱晃。动物品种与采血量、采血部位的关系见表表11—1

11—1 动物品种与采血量、采血部位的关系
               

动物品种

采血量

采血部位

小鼠大鼠

取少量血

尾静脉、眼眶后静脉丛

 

 

取较多血

摘眼球、心脏

 

 

取大量血

断头、颈动脉、腹部动脉

豚鼠

取少量血

耳缘静脉、眼眶后静脉丛

 

 

取较多血

心脏、耳动脉

 

 

取大量血

心脏、腹部动脉

取少量血

耳缘静脉

 

 

取较多血

耳中长动脉、心脏颈静脉

 

 

取大量血

心脏、颈动脉

狗、猫

取少量血

耳静脉

 

 

取较多血

前、肢皮下头静脉

 

 

取大量血

颈动脉、股动脉、心脏

 

实验动物给药途径和方法

在动物实验中,为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化,常需将药物注入动物体内。给药的途径和方法是多种多样的,可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。

  (一)皮下注射

  注射时以左手拇指和食指提起皮肤,将连有51/2)号针头的注射器刺入皮下。皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧,豚鼠在后大腿的内侧或小腹部;大白鼠可在侧下腹部。兔在背部或耳根部注射。蛙可在脊背部淋巴腔注射。

  (二)皮内注射

  皮内注射时需将注射的局部脱去被毛,消毒后,用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧,在两指之间,用结核菌素注射器连4(1/2)细针头,紧贴皮肤表层刺入皮内,然后再向上挑起并再稍刺入,即可注射药液,此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。

  (三)肌肉注射

  肌肉注射应选肌肉发达,无大血管通过的部位,一般多选臀部。注射时垂直迅速刺入肌肉,回抽针栓如无回血,即可进行注射。给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时,用左手抓住鼠两耳和头部皮肤,右手取连有51/2)针头的注射器,将针头刺入大腿外侧肌肉,将药液注入。

  (四)腹腔注射

  用大、小白鼠做实验时,以左手抓住动物,使腹部向上,右手将注射针头于左(或右)下腹部刺入皮下,使针头向前推 0.51.0cm,再以45度角穿过腹肌,固定针头,缓缓注入药液(图1),为避免伤及内脏,可使动物处于头低位,使内脏移向上腹。若实验动物为家兔,进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。

 

1 小鼠腹腔注射方法

  (五)静脉注射   文章来自: 医药园  (http://www.bai-tong.cn)   整理:admin

  1.兔:兔耳部血管分布清晰。兔耳中央为动物,耳外缘为静脉。内缘静脉深不易固定,故不用。外缘静脉表浅易固定,常用。先拔去注射部位的被毛,用手指弹动或轻揉兔耳,使静脉充盈,左手食指和中指夹住静脉的近端,拇指绷紧静脉的远端,无名指及小指垫在下面,右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入,移动拇指于针头上以固定针头,放开食指和中指,将药液注入(图2),然后拔出针头,用手压迫针眼片刻。

 

3 小鼠尾静脉注射方法

   3.狗:狗静脉注射多选前肢内侧皮下头静脉(图4)或后肢小隐静脉(图5)注射。注射前由助手将动物侧卧,剪去注射部位的被毛,用胶皮带扎紧(或用手抓紧)静脉近端,使血管充盈,从静脉的远端将注射针头平行刺入血管,待有回血后,松开绑带(或两手),缓缓注入药液。

  

4  狗前肢头静脉注射

 
5 狗后肢小隐静脉注射

  4.蛙(或蟾蜍):将蛙或蟾蜍脑脊髓破坏后,仰卧固定于蛙板上,沿腹中线稍左剪开腹肌,可见到腹静脉贴着腹壁肌肉下行,将注射针头沿血管平行方向刺入即可(图6)。

  

6 蛙腹壁静静注射

  几种常用的动物不同给药途径的注射量可参考表1 

1 几种动物不同给药途径的常用注射量(毫升)

注射途径

小鼠

大鼠

豚鼠

腹  腔

0.2-1.0

1-3

2-5

5-10

5-15

肌  肉

0.1-0.2

0.2-0.5

0.2-0.5

0.5-1.0

2-5

静  脉

0.2-0.5

1-2

1-5

3-10

5-15

皮  下

0.1-0.5

0.5-1.0

0.5-2

1.0-3.0

3-10

  (六)淋巴囊注射

  蛙类常采用此法,因其皮下有数个淋巴囊,注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头背淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入,经大腿肌层入腹壁肌层,再进入腹壁皮下,即进入淋巴囊,然后注入药液。有时也可采用胸淋巴囊给药。方法是将针头刺入口腔,使穿过下颌肌层入胸淋巴囊内注入药液,一次最大注射量为1毫升。蛙全身分布为咽、胸、背、腹侧、腹、大腿和脚等七个淋巴囊(图7)。

 

7  蛙全身淋巴囊分布

  (七)经口给药

  在急性试验中,经口给药多用灌胃法,此法剂量准确,适用于小白鼠、大白鼠、家兔等动物。

  1.小鼠、大鼠(或豚鼠)用输血针头或小号腰穿针头,将其尖端斜面磨剂,用焊锡在针尖周围焊一圆头,注意勿堵塞针孔,即成灌胃针;亦可用烧成圆头的硬质玻璃毛细管或特制的塑料毛细秋,作为导管。灌胃时将针按在注射器上,吸入药液。左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定,右手持注射器,将灌胃针插入动物口中,沿咽后壁徐徐插入食道。动物应固定成垂直体位,针插入时应无阻力。若感到阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以兔损伤或穿破食道以及误入气管。

  一般当灌胃针插入小鼠34cm,大鼠或豚鼠4-6cm后可将药物注入。常用的灌胃量小鼠为0.2-1ml,大鼠1-4ml,豚鼠为1-5ml

  2.狗、兔、猫、猴 灌胃时,先将动物固定,再将特制的扩口器放入动物口中,扩口器之宽度可视动物口腔大小而定,如狗的扩口器可用木料制成长方形,长约10-15cm,粗细应适合狗嘴,约2-3cm,中间粘一小孔,孔的直途为5-10cm。灌胃时将扩口器放于上述动物上下门牙之后,并用绳将它固定于嘴部,将带有弹性的橡皮导管(如导尿管),经扩口器上的小圆孔插入,沿咽后壁而进入食道,此时应检查导管是否正确插入食道,可将导管外口置于一盛水的烧杯中,如不发生气泡,即认为此导管是在食道中,未误入气管,即可将药液灌入。

  

8 狗灌胃方法

  经我们大量实验,给狗、兔等动物灌胃时,可不用扩口器也能顺利将药液灌入胃内,狗灌胃时,用12号灌胃管,左手抓住狗嘴,右手中指由右嘴角插入,摸到最后一对臼齿后的天然空隙,胃管由此空隙顺食管方向不断插入约20cm,可达胃内,将胃管另一端插入水中,如不出气泡,表示确已进入胃,而没误入气管内,即可灌入。兔灌胃时,将兔固定在木制固定盒内左手虎口卡住并固定好兔嘴,右手取14号细导尿管,由右侧唇裂避开门齿,将导管慢慢插入,如插管顺利,动物不挣扎,插入约15cm时,即表示插入胃内,将药液注入。

  各种动物一次灌胃能耐受的最大容积小鼠为0.5-1.0ml,大鼠4-7ml,豚鼠为4-7ml,家兔为80-150ml,狗为200-500ml

  (八)其它途径给药   文章来自: 医药园  (http://www.bai-tong.cn)   整理:admin

  1.呼吸道给药 呈粉尘、气体及蒸气或雾等症状存在药物或毒气,均需要通过动物呼吸道给药。如一般实验时给动物乙醚作吸入麻醉,给动物吸一定量的氨气、二氧化碳等观察呼吸、循环等变化;给动物定期吸入一定量的SO2。锯末烟雾等可造成慢性气管炎动物模型等;特别在毒物学实验中应用更为广泛。

  2.皮肤给药 为了鉴定药物或毒物经皮肤的吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等,均需采用经皮肤给药方法。如家兔和豚鼠常采用背部一定面积的皮肤脱毛后,将一定药液涂在皮肤上,药液经皮肤吸收。

  3.脊髓腔内给药 此法主要用于椎管麻醉或抽取脑脊液。

  家兔椎管内注射方法:将家兔作自然俯卧式,尽量使其尾向腹侧屈曲,用粗剪将第七腰椎周围背毛剪去,用3%碘酊消毒,干后再用79%酒精将碘酒擦去。在兔背部髌骨脊连线之中点稍下方摸动第七腰椎间隙(第七腰椎与第一骶骨椎之间),插入腰椎穿刺针头。当针到达椎管内时(珠网膜下腔),可见到兔的后肢跳动,即证明穿刺针头已进入椎管。这时不要再向下刺,以兔损伤脊髓。固定好针头,即可将药物注入。

  4.小脑延髓池给药 此种给药都是在动物麻醉情况下进行的。而且常采用大动物如狗等,小动物很少采用。将狗麻醉后,使狗头尽量向胸部屈曲,用左手摸到其第一颈椎上方的凹陷(枕骨大孔),固定位置,右手取7号钝针头(将针头尖端麻钝),由此凹陷的正中线上,顺平行狗的方向,小心地刺入小脑延髓池。当针头正确刺入小脑延髓池时,注射者会感到针头再向前穿时无阻力,同时可以听到很轻的咔嚓一声,即表示针头已穿过硬脑膜进入小脑延髓池,而且可抽出清亮的脑脊液,注射药物前,先抽出一些脑脊液,抽取量根据实验需要注入多少药液决定,即注入多少抽取多少,以保持原来脑脊髓腔里的压力(图9)。

  

9 狗小脑延髓池给药

  5.脑内给药 此法常用于微生物学动物实验,将病原体等接种于被检动物脑内,然后观察接种后的各种变化。小鼠脑内给药时,选套有塑料管、针尖露出2mm深的5(1/2)针头,由鼠正中额部刺入脑内,注入药物或接种物。给豚鼠、兔、狗等进行脑内注射时,须先用穿颅钢针穿透颅骨,再用注射器针头刺入脑部,再徐徐注入被检物。注射速度一定要慢,避免引起颅内压急骤升高。

  6.直肠内给药 此种给药方法常用于动物麻醉。家兔直肠内给药时,取灌肠用的胶皮管或用14号导尿管代替。在胶皮管或导尿管头上涂上凡士林,由助手使兔蹲卧于桌上,以左臂及左腋轻轻按住兔头及前肢,以左手拉住兔尾,露出肛门,并用右手轻握后肢,实验者将橡皮管插入家兔肛门内,浓度约79cm,如为雌性动物,注意勿误插入阴道(肛门紧接尾根)。橡皮管插好后,将注射器与橡皮管套紧,即可灌注药液。

  7.关节腔内给药 此种方法常用于关节炎的动物模型复制。兔给药时,将兔仰卧固定于兔固定台上,剪去关节部被毛,用碘酒或酒精消毒,然后用手从下方和两旁将关节固定,把皮肤稍移向一侧,在膑韧带附着点处上方约0.5厘米处进针。针头从上前方向下后方倾斜刺进,直至针头遇阻力变小,然后针头稍后退,以垂直方向推到关节腔中。针头进入关节腔时,通常可有好象刺破薄膜的感觉,表示针头已进入膝关节腔内,即可注入药液。动物最大给药量可参考表2

2 常用实验动物的最大给药量和使用针头规格

动物名称

项  目

灌 胃

皮下注射

肌肉注射

腹腔注射

静脉注射

小白鼠

最大给药量

使用针头

1ml

9(钝头)

0.4ml

5(1/2)

0.4ml

5(1/2)

1ml

5(1/2)

0.8ml

4

大白鼠

最大给药量

使用针头

1ml

静脉切

开 针

1ml

6

0.4ml

6

2ml

6

4ml

5

最大给药量

使用针头

3ml

静脉切

开 针

1ml

6(1/2)

0.5ml

6(1/2)

4ml

7

5ml

5

最大给药量

使用针头

20ml

10

导尿管

2ml

6(1/2)

2ml

6(1/2)

5ml

7

10ml

6

最大给药量使用针头

20ml

10

导尿管

20ml

7

2ml

7

5ml

7

10ml

6

淋巴囊注射  最大注射量 1ml/

文章来自: 医药园  (http://www.biodrug.cn)   整理:admin

                             摘自《医用实验动物学》

 

(一)给药方法
1
.灌胃给药
   
小鼠专用灌胃针由注射器和喂管组成,喂管长约1nm,喂管尖端焊有一金属小圆球,金属球中空,用途是防止喂管插入时造成损伤。金属球弯成20度角,以适应口腔与食道之间弯曲。将喂管插头紧紧连接在注射器的接口上,吸入定量的药液;左手捉住小鼠,右手拿起准备好的注射器。将喂管针头尖端防放进小鼠口咽部,顺咽后壁轻轻往下推,喂管会顺着食管滑入小鼠的胃,插入深度约3cm。用中指与拇指捏住针筒,食指按着针竿的头慢慢往下压,即可将注射器忠的药液灌入小鼠的胃中。在插入过程中如遇到阻力或可看见1/3的针管,则江喂管取出重新插入,因为这时灌胃并没有插入胃中。
2
.注射给药
1)皮下注射给药
   
皮下注射给药是将药液推入皮下结缔组织,经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。操作时,常规消毒注射部位皮肤,然后将皮肤提起,注射针头取一钝角角度刺入皮下,把针头轻轻向左右摆动,易摆动则表示已刺入皮下,再轻轻抽吸,如无回血,可缓慢地将药物注入皮下。拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻,以防止药物外漏。注射量约为0.1-0.3ml/10g体重。
2)皮内注射给药
   
是将药液注入皮肤的表皮河真皮之间,观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应,接种、过敏实验等一般作皮内注射。先将注射部位的被毛剪掉,局部常规消毒,左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧,在两指之间,用结核菌素注射器连接4.5针头穿刺,针头进入皮肤浅层,再向上挑起并梢刺入,将药液注入皮内。注射后皮肤出现一白色小皮丘,而皮肤上的毛孔极为明显。注射量为0.1ml/次。
3)肌肉注射给药
   
小鼠体积小,肌肉少,很少采用肌肉注射。当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,采用肌肉注射。操作时1人保定小鼠,另一人用左手抓住小鼠的1条后肢,右手拿注射器。将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重.
(4)
静脉注射给药
   
将小鼠放在金属笼或鼠夹中,通过金属笼或鼠夹的孔拉出尾巴,用左手抓住小鼠尾巴中部.小鼠的尾部有2条动脉和3条静脉,2条动脉分别在尾部的背侧面和腹侧面,3条静脉呈品字型分布,一般采用左右两恻的静脉.拔去沿尾部静脉走向的毛,置尾巴于45-50℃温水中浸泡几分钟或用75%酒精棉球反复擦拭尾部,以达到消毒和使尾部血管扩张及软化表皮角质的目的.行尾部静脉注射时,以左手拇指和食指捏住鼠尾两恻,使静脉更为充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指夹住尾巴的末梢,右手持4号针头注射器,使针头与静脉平行(小于30°),从尾巴的下1/4处进针,开始注入药物时应缓慢,仔细观察,如果无阻力,无白色皮丘出现,说明已刺入血管,可正式注入药物.有的实验需连日反复尾静脉注射给药,注射部位应尽可能从尾端开始,按次序向尾根部移动,更换血管位置注射给药。注射量为0.05-0.1ml/10g体重。拔出针头后,用拇指按住注射部位轻压1-2min,防止出血。
5)腹腔注射
   
左手提起并固定小鼠,使鼠腹部朝上,鼠头略低于尾部,右手持注射器将针头在下腹部*近腹白线的两恻进行穿刺,针头刺入皮肤后进针3nm左右,接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。注射量为0.1-0.2ml/10g体重。

动物实验中常常需要采取动物的血液进行检查和分析,所以必须熟练地掌握动物的采血方法。采血方法依动物的种类和采血的血量不同。静脉采血,若需反复多次。应先从远心端开始,以免发生栓塞而影响整条静脉。

(二)大、小鼠的采血

1、剪尾采血:需血量少时可用此方法。将动物固定,显露尾部,将尾尘剪去约5mm,从尾根部向尾端部按摩,血即从断端流出。若用二甲苯棉球涂擦尾部或事先将鼠尾浸在45℃水中数分钟,使尾部血管充盈,可采到较多的血,但注意二甲苯可致溶血。也可用锋利刀片割破尾动脉或尾静脉,让血液自行流出,采血后,消毒,止血。如将动物麻醉取血量可更多些。小鼠每次采血约0.1ml,大鼠约0.4 ml。为了多次反复取血应尽量从鼠尾末端开始。

2、摘眼球采血:此法常用于鼠类大量采血。用左手固定动物,压迫眼球,尽量使眼球突出,右手用无钩弯镊子或弯止血钳迅速摘除眼球,立即将鼠倒置,头朝下,眼眶内很快流出血液。一般只适用于一次采血。大部动物采血后可以存活,可采另一侧眼球取血。

3、眼眶后静脉丛采血:用7—10cm长的玻璃取血管,其一端内径为1—1.5 mm,另一端逐渐扩大,细端长约1cm即可,将其尖端折断,使其锋利。将取血管浸入1%肝素溶液,干燥后使用。采血时,左手拇指和食指抓住鼠两耳之间的皮肤使鼠固定,并用中指配合,轻轻压迫颈部两侧,阻碍静脉回流,使眼球充分外突,提示眼眶后静脉丛充血。可用少量1%可卡因滴入动物眼内,使眼部局部麻醉。右手持取血管,将其尖端插入内眼角与眼球之间,轻轻向眼底方向刺入,小鼠刺入约2—3mm,大鼠刺入约4——5 mm,当感到有阻力时即停止刺入,旋转取血管以切开静脉丛,血液即流入取血管中,采血结束后,拔出取血管,放松左手,出血即停止。用本法短期内可重复采血。小鼠一次可采血0.2—0.3 ml,大鼠一次可采0.5—0.1ml(图15)。

  15 大鼠后眼框静脉丛取血方法

4、颈静脉或颈动脉采血:将鼠麻醉,剪去一侧颈部外侧被毛,作颈静脉或颈动脉分离手术,用注射器即可抽出所需血量。也可插入导管,反复采血。

5、断头采血:操作者左手拇指和食指握住鼠颈部,头朝下,用利剪在头颈间1/2处迅速剪动物头部,提起动物,血液即可流入准备好的容器中。

6、心脏采血:将动物麻醉,使其仰位固定,剪去胸前区毛,消毒皮肤,在左侧第3—4肋间选择心博最强处穿刺,血液借心脏跳动的力量进入注射器。亦可在动物麻醉后,切开动物胸腔,直视心脏内抽血或剪破心脏,直接用注射器、吸管等吸血。

(二)、豚鼠的采血

1、耳缘切口采血:先将豚鼠耳消毒,用刀片割破耳缘,在切口边缘涂上20%的柠檬酸钠溶液,防止血凝,则血可自切口处流出。此法采血每次可采0.5ml左右。

2、背中足静脉采血:固定豚鼠,将其右或左后肢膝关节伸直,脚背消毒,找出背中足静脉,左手拇指和食指拉住豚鼠的趾端,右手将注射针刺入静脉,拔针后立即出血。

3、心脏采血:选心跳最明显的部位把注射针刺入心脏,血液即流入针管。心脏采血时所用的针头应细长些,以免发生采血后穿刺孔出血。

(三)、兔的采血

1、耳缘静脉采血:将兔固定,拔去耳缘静脉局部的被毛,消毒,用手指轻弹兔耳,使静脉扩张,用针头刺耳缘静脉末端,血液即流出。本法为兔最常用的采血方法,可多次重复使用。

2、耳中央动脉采血:在兔耳中央有一条较粗的、颜色较鲜红的中央动脉。用左手固定兔耳,右手持注射器,在中央动脉的末端,沿着与动脉平行的向心方向刺入动脉,即可见血液进入针管。由于兔耳中央动脉容易痉挛,故抽血前必须让兔耳充分充血,采血时动作要迅速。采血所用针头不要太细,一般用6号针头,针刺部位从中央动脉末端开始,不要在近耳根部采血。

3、颈静脉采血:方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血。

4、心脏采血:穿刺部位在第三肋间胸骨左缘mm处,具体方法同豚鼠的心脏采血。

(四)、猫、狗的采血

1、后肢外侧小隐静脉采血:后肢外侧小隐静脉位于后肢胫部下三分之一的外侧浅表皮下,由前侧方向后行走。采血时,将动物固定,局部剪毛、消毒,采血者左手紧握剪毛区上部或扎紧止血带,使下部静脉充血,右手用连有6号或7号针头的注射器刺入静脉,左手放松,以适当速度抽血即可。

2、前肢背侧皮下头静脉采血:前肢背侧皮下头静脉位于前脚爪上方背侧的正前位。采血方法同上。

3、颈静脉采血:前两种方法需技术熟练,且不适于连续采血。大量或连续采血时,可采用颈静脉采血,方法同小鼠、大鼠的颈静脉采血法。

4、股动脉采血:本法为采取动脉血常用的方法。操作简便,稍加训练的狗,在清醒状态下将狗卧位固定于狗解剖台上。伸展后肢向外伸直,暴露腹股沟三角动脉搏动的部位,剪毛、消毒,左手中指、食指探摸股动脉跳动部位,并固定好血管,右手取连有5 1/2号针头的注射器,针头由动脉跳动处直接刺入血管,若刺入动脉一般可见鲜红血液流入注射器,有时还需微微转动一下针头或上下移动一下针头,方见鲜血流入。有时可能刺入静脉,必须重抽。抽血毕,迅速拔出针头,用干药棉压迫止血2—3min

 


 

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